As doenças causadas por fungos, bactérias, vírus e nematóides são responsáveis por elevadas perdas na cultura da banana. Diante dessa realidade, saber identificar cada uma e conhecer as formas de combatê-las passa a ser condição fundamental para o sucesso de qualquer plantio. Neste capítulo serão descritas e discutidas as principais doenças da cultura, apresentando as ações de controle para as mesmas. 1.1 Sigatoka-amarela
Esta é uma das mais importantes doenças da bananeira, para as regiões climaticamente favoráveis ao seu desenvolvimento. Geralmente, não é problema para o semi-árido, mas já causa danos consideráveis para as regiões de transição. Exemplo disso é a região Norte de Minas Gerais que, mesmo com características de clima semi-árido, tem registrado alta severidade da doença. Por isso, os cuidados necessários devem ser tomados para evitar as perdas que a doença pode causar. É considerada uma doença de distribuição endêmica, presente em todo o país, causando perdas que reduzem, em média, 50% da produção.
A Sigatoka-amarela é causada por Mycosphaerella musicola, Leach (forma teliomórfica) Pseudocercospora musae (Zimm) Deighton (forma anamórfica). O esporo teliomórfico ou sexuado é denominado ascósporo, e o anamórfico ou assexuado, conídio. As diferenças de comportamento, entre eles, podem se refletir na epidemiologia da doença, que é fortemente influenciada pelas condições climáticas. Três elementos associados ao clima - chuva, orvalho e temperatura - são fundamentais às fases de infecção, produção e disseminação do inóculo. O primeiro evento para que ocorra a doença é o contato do esporo com uma folha de planta suscetível. Se houver presença de umidade, na forma de água livre, haverá a germinação do esporo, ocorrendo a seguir a penetração do fungo através do estômato. As folhas mais suscetíveis à infecção, em ordem decrescente, vão da vela à terceira folha do ápice para baixo. Onde as estações do ano são bem definidas, a produção diária de inóculo pode ser relacionada com a presença de água sobre a folha (água de chuva e/ou orvalho) e com níveis mínimos de temperatura (temperatura ótima é de 25°C). No Brasil, as temperaturas máximas raramente são limitantes à ocorrência da doença.
Os sintomas iniciais da doença aparecem como uma leve descoloração em forma de ponto entre as nervuras secundárias da segunda à quarta folha, a partir da vela. A contagem das folhas é feita de cima para baixo, onde a folha vela é a zero e as subseqüentes recebem os números 1, 2, 3, 4, e assim por diante. Essa descoloração aumenta, formando estrias de tonalidade amarela, que passam para estrias marrons e posteriormente, para manchas pretas, necróticas, circundadas por um halo amarelo, adquirindo a forma elíptica-alongada (Fig. 1a e 1b). A lesão passa, portanto, por vários estádios de desenvolvimento, conforme descrição a seguir: estádio I - é a fase inicial de ponto ou risca de no máximo 1 mm de comprimento com leve descoloração; estádio II - é uma estria já apresentando vários milímetros de comprimento, com um processo de descoloração mais intenso; estádio III – a estria começa a enlarguecer, aumenta de tamanho e começa a evidenciar coloração vermelho-amarronzada próximo ao centro; estádio IV - mancha nova, apresentando forma oval-alongada e coloração parda, de contornos mal definidos; estádio V - caracteriza-se pela paralisação de crescimento do micélio, aparecimento de um halo amarelo em volta da mancha e início de esporulação do patógeno; estádio VI - fase final de mancha, de forma oval-alongada, com 12 a 15 mm de comprimento por 2 a 5 mm de largura, centro deprimido, de tecido seco e coloração cinza com bordos pretos e halo amarelado.
O coalescimento das lesões, formando extensas áreas necróticas, geralmente ocorre em estádios mais avançados da doença, com a presença de alta freqüência de lesões. Este é o maior dano provocado pela Sigatoka-amarela, ou seja, a morte prematura das folhas, causando a redução da área foliar fotossintetizante com conseqüências na qualidade dos frutos e produtividade.
| Fotos: Zilton J. M. Cordeiro. |
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| Fig. 1. Folha com sintomas típicas da Sigatoka-amarela (a) e detalhe de uma lesão no estádio final, estádio VI (b). |
- Danos e distúrbios fisiológicos
Os prejuízos causados pela Sigatoka–amarela são da ordem de 50% da produção, mas em microclimas muito favoráveis, esses prejuízos podem atingir até 100%, uma vez que, os frutos quando produzidos sem nenhum controle da doença, não têm valor comercial. A morte precoce das folhas, causada pela doença, reflete diretamente na produção. Entre os distúrbios observados em plantações afetadas podem ser listados: diminuição do número de pencas por cacho; redução do tamanho dos frutos; maturação precoce dos frutos no campo, podendo provocar também a maturação dos frutos durante o transporte, que no caso da carga destinada ao mercado exportador, provocaria a perda total. Outra conseqüência pode ser o enfraquecimento do rizoma, que deixa de acumular reservas, refletindo-se no desenvolvimento da planta com a perda de vigor e perfilhamento lento.
1.2 Sigatoka-negra A Sigatoka-negra é a mais grave e temida doença da bananeira no mundo, tendo sido constatada no Brasil em fevereiro de 1998, no Estado do Amazonas. Atualmente, está presente nos Estados do Acre, Rondônia, Pará, Roraima, Amapá, Mato Grosso, São Paulo, Mato Grosso do Sul, Paraná e Minas Gerais. A sua presença tem mudado o perfil das cultivares mais plantadas na região Norte (principalmente no Estado do Amazonas) com uma forte penetração das cultivares resistentes em substituição às suscetíveis. Apesar da reconhecida severidade da Sigatoka-amarela sobre as bananeiras, observou-se que nas regiões onde a Sigatoka-negra está ocorrendo, a amarela tende a desaparecer em cerca de três anos. Isto se deve à maior agressividade da negra em relação à amarela, sendo mais eficiente na ocupação dos sítios de infecção.
O fungo causador da Sigatoka-negra é um ascomiceto conhecido como Mycosphaerella fijiensis Morelet (fase teliomórfica) e Paracercospora fijiensis (Morelet) Deighton (fase anamórfica). O esporo assexual de P. fijiensis (conídio), está presente durante as fases de estrias ou manchas jovens da doença, nas quais se observam conidióforos, saindo (sozinhos ou em pequeno número) dos estômatos localizados na face inferior da folha. A fase sexuada é considerada mais importante no aumento da doença, uma vez que, um grande número de ascósporos (esporo sexuado) são produzidos em estruturas denominadas pseudotécios, que se formam principalmente na face superior da folha, durante as fases de pico da doença e em períodos de alta umidade e temperatura favorável.
O desenvolvimento de lesões e a disseminação dos esporos são fortemente influenciados por fatores ambientais como umidade, temperatura e vento. O primeiro evento importante para que ocorra a doença, é a adesão do esporo sobre as folhas novas. Havendo água livre sobre essas folhas e temperaturas superiores a 21°C o esporo irá geminar, crescer sobre a folha até encontrar um estômato por onde ocorrerá a penetração. A duração deste processo depende da temperatura, que tem seu ótimo aos 25°C. Em lesões da Sigatoka-negra, a produção de esporos é mais precoce, ocorrendo ainda na fase de estrias. Em caso de epidemia estabelecida, ocorre massiva infecção e, conseqüentemente, maior produção de esporos, imprimindo, por conseguinte, maior taxa de progresso da doença, em comparação com a Sigatoka-amarela.
O vento, juntamente com a umidade, principalmente na forma de chuva, são os principais responsáveis pela liberação dos esporos e sua disseminação. No caso específico da Sigatoka-negra no Brasil, outras vias importantes na disseminação têm sido as folhas doentes utilizadas em barcos e/ou caminhões bananeiros, para proteção dos frutos durante o transporte (uso proibido), e as bananeiras infectadas levadas pelos rios durante o período de cheia na Amazônia.
Os sintomas causados pela evolução das lesões produzidas pela Sigatoka-negra se assemelham aos decorrentes do ataque da Sigatoka-amarela. A infecção ocorre nas folhas mais novas da planta, seguindo as mesmas etapas apontadas para a Sigatoka-amarela. Na Sigatoka-negra, entretanto, os primeiros sintomas aparecem na face inferior da folha como estrias de cor marrom, evoluindo para estrias negras. As lesões em estádio final apresentam também centro deprimido de coloração cinza. Geralmente, devido à alta freqüência de lesões, o seu coalescimento ocorre ainda na fase de estrias, não possibilitando a formação de halo amarelo em volta da lesão. Observa-se, por outro lado, um impacto visual forte devido à coloração, predominantemente, preta e à necrose que se desenvolve, precocemente, nas folhas afetadas (Fig. 2a e 2b). No Quadro 1 podem ser observadas as principais diferenças entre Sigatoka-negra e amarela. Os reflexos da doença, em função da rápida destruição da área foliar e a conseqüente redução da capacidade fotossintética da planta, são sentidos na redução da capacidade produtiva do bananal.
| Fotos: Zilton J. M. Cordeiro. |
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| Fig. 2. Estrias da Sigatoka-negra na face inferior da folha já iniciando o coalesciemento (a) e folha com alto índice de necrose (b). |
- Danos e distúrbios fisiológicos
Estima-se que em áreas sem controle, as perdas devido à Sigatoka-negra têm variado de 70% nos plátanos a 100% nas cultivares tipo Prata e Cavendish. Outro efeito imediato provocado pela doença, é o aumento dos custos de produção em função, basicamente, do maior número de aplicações de fungicidas, requeridas para o seu controle. Na América Central, este número tem chegado a ultrapassar, em algumas épocas, a casa das 50 aplicações anuais, ou seja, cinco vezes mais do que o número de aplicações que normalmente era utilizado para o controle da Sigatoka-amarela. O custo de controle, nestas áreas, está estimado em mil dólares/hectare/ano. Outro fator agravante é o aumento do espectro de cultivares atingidas pela doença, que ataca severamente a banana ‘Maçã’ (medianamente suscetível à Sigatoka-amarela) e os plátanos do subgrupo Terra (resistentes à Sigatoka-amarela).
Em relação aos distúrbios provocados pela doença, estes são similares àqueles causados pela Sigatoka-amarela, embora em maior intensidade.
| Quadro 1. Sintomas observáveis em bananeiras em campo que podem diferenciar a Sigatoka-amarela da Sigatoka-negra. |
| Características | Sigatoka-amarela | Sigatoka-negra |
| Visualização dos primeiros sintomas | Estrias amarelo-claro na face superior da folha | Estrias marrons na face inferior da folha |
| Presença de halo amarelo | Comum | Nem sempre aparece |
| Freqüência relativa de lesões/área foliar | Baixa | Alta |
| Suscetibilidade das cultivares | O Subgrupo Terra é resistente e a ‘Ouro’ é altamente suscetível | O Subgrupo Terra é suscetível e a ‘Ouro’ é resistente |
| Visualização das lesões jovens | Melhor visibilidade na face superior da folha | Melhor visibilidade na face inferior da folha |
| Coalescimento das lesões | Normalmente ocorre nos estádios finais da lesão | Normalmente ocorre ainda na fase de estrias, deixando a área lesionada completamente preta |
| Fonte: Embrapa Mandioca e Fruticultura Tropical. |
Várias são as medidas que devem ser adotadas no sentido de controlar as Sigatokas amarela e negra. Na agricultura moderna, o manejo integrado de pragas e doenças se constitui na principal arma de luta fitossanitária. Nesse sentido, serão apresentados os diversos aspectos e alternativas que devem ser integradas na busca do melhor controle para estas doenças.
- Uso de variedades resistentes
A mudança de cultivar é sempre uma decisão com o foco maior no mercado, mas sempre que possível deve-se substituir as variedades suscetíveis pelas resistentes, visando à redução e/ou eliminação completa do controle químico. O Quadro 2 mostra as principais cultivares e o seu respectivo comportamento em relação às Sigatokas amarela e negra, além de outras pragas da cultura.
Recomenda-se a utilização das práticas culturais que reduzam a formação de microclimas favoráveis ao desenvolvimento das Sigatokas e reduzam o potencial de inóculo no interior do bananal. Neste caso, os principais aspectos a serem levados em conta são os seguintes:
Além de melhorar o crescimento geral das plantas, a drenagem rápida de qualquer excesso de água no solo reduz as possibilidades de formação de microclimas adequados ao desenvolvimento da doença.
- Combate as plantas daninhas
No bananal, a presença de altas populações de plantas daninhas não só incrementa a ação competitiva que estas exercem, como também favorece a formação de microclima adequado aos patógenos, devido ao aumento do nível de umidade no interior do bananal.
A eliminação racional das folhas atacadas ou de parte dessas folhas, mediante cirurgia, é importante na redução da fonte de inóculo no interior do bananal. É preciso, entretanto, que tal eliminação seja criteriosa, para não provocar danos maiores que os causados pela própria doença. No caso de infecções concentradas, recomenda-se a eliminação apenas da parte afetada (cirurgia). Quando, porém, o grau de incidência for alto e a infecção tiver avançado extensamente sobre a folha, recomenda-se que esta seja totalmente eliminada. Não há necessidade de retirar as folhas do bananal, podendo-se leirá-las entre as fileiras e/ou pulverizá-las com solução de uréia (100g/100L de água) para mais rápida decomposição e redução da esporulação.
Quadro 2. Relação das principais cultivares de banana plantadas no Brasil e suas características frente aos problemas fitossanitários mais importantes da bananicultura brasileira.
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Cultivares | Características1 |
GG | Porte2 | SA | SN | MP | MK | NM | BR |
| Prata | AAB | alto | S | AS | S | S | R | MR |
| Pacovan | AAB | alto | S | AS | S | S | R | MR |
| Prata A anã | AAB | MD/BX | S | AS | S | S | R | MR |
| Maçã | AAB | MD/AL | MS | AS | AS | S | R | MR |
| Mysore | AAB | MD/BX | R | R | R | S | R | MR |
| Nanica | AAA | Baixo | S | AS | R | S | S | S |
| Nanicão | AAA | MD/BX | S | AS | R | S | S | S |
| Nanição IAC 2001 | AAA | MD/BX | R | S | R | S | S | S |
| Grande Naine | AAA | MD/BX | S | AS | R | S | S | S |
| Terra | AAB | alto | R | S | R | S | S | S |
| D’Angola | AAB | médio | R | S | R | S | S | S |
| Caipira | AAA | MD/AL | R | R | R | S | - | R |
| Thap Maeo | AAB | MD/AL | R | R | R | S | R | MR |
| Prata Baby | AAA | MD/AL | R | S | R | S | - | - |
| Fhia 18 | AAAB | MD/BX | MS | R | S | S | - | - |
| Pacovan Ken | AAAB | alto | R | R | R | S | - | - |
| Prata Graúda | AAAB | MD/AL | MS | S | R | S | - | - |
| Preciosa | AAAB | alto | R | R | R | S | - | - |
| Tropical | AAAB | MD/AL | R | S | T | S | - | - |
| Fhia Maravilha | AAAB | médio | MS | R | R | S | - | - |
| Prata Caprichosa | AAAB | alto | R | R | S | S | - | - |
| Prata Garantida | AAAB | alto | R | R | R | S | - | - |
| Prata Zulu | ABB | MD/AL | R | R | AS | S | - | - |
| Japira | AAAB | alto | R | R | R | S | - | - |
| Vitória | AAAB | alto | R | R | R | S | - | - |
1GG: grupo genômico; SA: Sigatoka-amarela; SN: Sigatoka-negra; MP: mal-do-Panamá; MK: moko; NM: nematóide; BR: broca-do-rizoma; S: suscetível; AS: altamente suscetível; MR: moderadamente resistente; MS: moderadamente suscetível; R: resistente; T: tolerante.
2MD/BX: médio a baixo; MD/AL: médio a alto.
Fonte: Embrapa Mandioca e Fruticultura Tropical. |
Plantas adequadamente nutridas propiciam um ritmo mais acelerado de emissão de folhas, reduzindo os intervalos entre emissões. Isto implica no aparecimento das lesões de primeiro estádio e/ou manchas em folhas mais velhas da planta. A emissão rápida de folhas compensa as perdas provocadas pela doença, propiciando maior acumulação de folhas. Por outro lado, em plantas mal nutridas o lançamento de folhas é lento e, conseqüentemente, as lesões serão visualizadas em folhas cada vez mais novas, mantendo baixa a área foliar verde da planta. O bom suprimento de cálcio e potássio tem sido importante aliado no combate às Sigatokas.
Sabe-se que plantas mantidas sob condições sombreadas apresentam pouca ou nenhuma doença. As razões podem ser: redução ou não formação de orvalho, importante fator no processo de infecção e, ainda, redução na incidência de luz, que é importante na atividade da toxina envolvida na interação patógeno-hospedeiro. Resultados obtidos no Acre, utilizando a banana D’ Angola, suscetível à Sigatoka-negra, comprovam o efeito da sombra sobre o desenvolvimento da doença. O cultivo de banana em sistema agroflorestal, certamente será uma boa opção para a região amazônica, principalmente, pelo seu caráter preservacionista. Logicamente, plantas sob condições sombreadas sofrem alterações de ciclo, tornam-se mais estioladas e perdem em produção se comparadas a plantas cultivadas no sol e com Sigatokas sob controle.
Os fungicidas ainda são ferramentas indispensáveis para o controle das Sigatokas, principalmente, em se tratando de cultivares suscetíveis. A sua utilização, no entanto, deve ser cercada de uma série de cuidados de forma a minimizar riscos ao homem e ao meio ambiente. As recomendações para a aplicação de fungicidas incluem o seguinte:
Os fungicidas devem ser aplicados nas horas mais frescas do dia, no início da manhã e/ou no final da tarde. Somente em dias frios ou nublados, as aplicações podem ser feitas a qualquer hora do dia. Quando se aplicam fungicidas sob condições de temperatura elevada, além de haver maior risco para o aplicador, as pulverizações perdem em eficiência, em virtude, principalmente, da evaporação do produto.
Recomenda-se a aplicação de fungicidas com ventos de 1 a 2 m/s para evitar os problemas de deriva do produto e manter a eficácia da aplicação. Também não se deve pulverizar em dias chuvosos. A chuva provoca a lavagem do produto, diminuindo a sua eficiência de controle. A ocorrência de chuvas fortes, imediatamente após uma aplicação de fungicida, praticamente invalida o seu efeito. A eficiência da operação estará assegurada, quando entre o momento da aplicação e o da ocorrência de chuva leve, transcorrer um intervalo de tempo superior a três horas.
- Direcionamento do produto
A eficiência da pulverização dependerá em grande parte do local de deposição do produto na planta. Como o controle é essencialmente preventivo, é importante que as folhas mais novas sejam protegidas, visto que é através delas que a infecção ocorre. Por conseguinte, em qualquer aplicação, o produto deverá ser elevado acima do nível das folhas, a fim de que seja depositado nas folhas vela, 1, 2 e 3, as quais, desse modo, ficarão protegidas da infecção. As pulverizações mais eficientes são aquelas realizadas via aérea.
Conforme se ressaltou, a incidência de Sigatoka, tanto amarela quanto a negra, é fortemente influenciada pelas condições climáticas, basicamente temperatura e umidade (chuva). Como na região de abrangência desse sistema de produção há uma separação clara entre período seco e período chuvoso, o controle deve ser priorizado neste último, ocasião em que o ambiente é mais propício ao desenvolvimento da doença. A indicação do controle poderá ser feita por sistemas de pré-aviso, que visam racionalizar o uso de defensivos. O sistema de monitoramento mais conhecido entre os produtores é o pré-aviso biológico. O método prevê o acompanhamento semanal, mediante a avaliação da doença, nas folhas 2, 3 e 4 de dez plantas previamente marcadas numa área que seja a mais homogênea possível do ponto de vista climático. Quanto mais climaticamente homogênea for a área, maior será a representabilidade das dez plantas marcadas. Os dados semanais, após processados, geram as variáveis “soma bruta” e “estado de evolução”, de posse dos quais é possível traçar a curva de progresso da doença e decidir sobre a necessidade ou não de lançar mão do controle químico. No Anexo 1 deste capítulo, encontra-se uma ficha de campo para a anotação semanal dos dados observados, uma figura com os estádios de desenvolvimento da lesão de Sigatoka-amarela e uma figura esquemática mostrando os estádios de desenvolvimento da folha vela ou folha zero da bananeira, segundo Brun (1963).
- Produtos, dosagens e intervalos de aplicação
No Quadro 3 estão relacionados os principais produtos em uso ou com potencial de utilização no controle da Sigatoka-amarela e negra. É proibida a utilização de produtos sem o devido registro no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA). Portanto, em caso de dúvida consultar o Agrofit na página do MAPA (http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons).
As condições climáticas brasileiras e, principalmente as da região Nordeste, onde há sempre um período favorável ao desenvolvimento das Sigatokas, que coincide com o período chuvoso, e outro pouco favorável ou até totalmente desfavorável, caracterizado pela baixa umidade e ausência de chuvas, são propícios à utilização de sistemas de previsão para o controle de doenças como as Sigatokas. Portanto, a estratégia de controle da Sigatoka-amarela e/ou Sigatoka-negra deve sempre priorizar a utilização do sistema de previsão. Além da atenção especial, dispensada ao controle durante o período chuvoso, com a combinação de todas as práticas descritas, recomenda-se, como estratégia complementar para manter sempre baixo o nível de inóculo no bananal que no período seco, se trabalhe no sentido de eliminar focos da doença, que permanecem no bananal. O desenvolvimento de epidemias durante o período de maior favorabilidade às Sigatokas (período chuvoso) será tanto mais rápido, quanto maior for o inóculo que permanecer no bananal. Práticas como desfolha sanitária e até mesmo a aplicação de fungicidas em áreas específicas do bananal (áreas com focos da doença), podem fazer o diferencial do controle na época chuvosa. O inóculo inicial baixo ditará um ritmo mais lento de crescimento da epidemia, reduzindo as necessidades do controle químico.
Quadro 3. Principais princípios ativos de ação fungicida registrados para controle da Sigatoka-amarela e negra na cultura da bananeira e suas principais características
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Ingrediente
Ativo | Form. | Classe | Dose do produto comercial (PC) | Grupo Químico | Intervalo segurança (dias) | Volume de calda terrestre (L/ha) |
Tox. | Amb. |
| piraclostrobina1 | EC | II | II | 0,4 L/ ha | estrobilurina |
| 15-20 |
| epoxiconazol1 + piraclostrobina | SE | II | II | 0,5 L / ha | triazol + estrobilurina | 3 | 15-20 |
| difenoconazole1 | EC | I | II | 0,2 L / ha | triazol | 7 | 500-1000 |
| oxicloreto de cobre | WP | IV | * | 350 g / 100 L | inorgânico | 7 | 700-1000 |
| triadimenol | GR | IV | III | 12,5 g / planta | triazol | 14 |
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| triadimenol | EC | II | II | 0,4 L / ha | triazol | 14 |
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| chlorotalonil | SC | I | II | 1–2 L / ha | isoftalonitrila | 7 | 250-500
30-40 -aéreo |
| tridemorph | OL | III | II | 0,5 L / ha | morfolina | 1 | 15 (aéreo) |
| tiofanato-metílico | SC | IV | III | 100 ml / 100 L | benzimidazol (precursor de) | 14 | 400-600
30-40- aéreo |
| tiofanato-metílico | WP | IV | II | 300 a 400g/ha | benzimidazol (precursor de) | 14 | 700-1000 |
| tiofanato metílico | SC | IV | III | 0,4 a 0,6 L/ha | benzimidazol (precussor de ) | 14 | 400-600 |
| óxido cuproso | WP | IV | * | 180 g / 100 L | Inorgânico | 7 | 1000 |
| bromuconazole | EC | II | II | 625 ml / ha | triazol | 3 | 30-40
12-15- aéreo |
| bromuconazole | EC | II | II | 625 ml / ha | triazol | 3 | 30-40
12-15- aéreo |
| tebuconazole | EC | III | II | 0,5 L / ha | triazol | 5 | 10-30- aéreo |
| oxicloreto de cobre | WP | IV | IV | 300 g/100 L | inorgânico | 7 | 1000-1200 |
| mancozeb + oxicloreto de cobre | WP | III | * | 250 g / 100 L | alquilenobis (ditiocarbamato) | 21 | 500-1500 |
| hidróxido de cobre | WP | IV | III | 200 g / 100 L | inorgânico | 7 | 1000 |
| óleo mineral | EW | IV | III | 12 L/ ha | hidrocarbonetos alifáticos |
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| propiconazol | EC | III | II | 0,4 L / ha | triazol | 1 | 15-20- aéreo |
| mancozebe | WP | III | * | 2-3 kg / ha | alquilenobis (ditiocarbamato) | 21 |
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| pirimetanil | SC | III | II | 1 L / ha | anilinopirimidina | 3 |
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| epoxiconazol | SC | III | II | 0,4 L / ha | triazol | 3 | 15 (aéreo) |
| azoxystrobina | SC | III | III | 200-400 ml / ha | estrobilurina | 7 | 100-200
20 (aéreo) |
1 Produtos registrados para o controle da Sigatoka-negra. No caso específico do difenoconazole EC, a dosagem recomendada é de 0,4 L/ha. EC – Emulsão concentrada; SE – Suspensão emulsionável; OL – Oleoso; WP – Pó molhável; EW – Emulsão em água.
Fonte: http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons.
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As folhas da bananeira são atacadas ainda por outros patógenos considerados de importância secundária, causando manchas tais como: 1.3 Mancha de Cordana É causada pelo fungo Cordana musae Zimm., um patógeno secundário, freqüentemente associado às manchas de Sigatoka nas cultivares suscetíveis a esta doença, provocando um aumento no tamanho das lesões, formando zonas concêntricas circundadas por um halo amarelo (Fig. 3a). Em coleções de germoplasma, observa-se que os genótipos com maior participação da espécie Musa balbisiana apresentam, proporcionalmente, mais lesões de Cordana. Embora seja considerada uma lesão de importância secundária, na ausência do controle do mal-de-Sigatoka, a mancha de Cordana pode causar redução considerável da área foliar, a ponto de afetar a produção. 1.4 Mancha de Cloridium É causada pelo fungo Cloridium musae Stahel. Ocorre com maior freqüência em ambientes com alta umidade, em condições de sombra de árvores e margens úmidas de florestas. Os sintomas caracterizam-se pelo aparecimento de diminutas lesões densamente agrupadas, formando manchas marrom-escuras, as quais ocupam uma considerável área da folha (Fig. 3b). 1.5 Mancha de Cladosporium É causada pelo fungo Cladosporium musae Mason. Os sintomas iniciais aparecem como pontuações marrons, há o coalescimento evoluindo para manchas negras de formato variável, visíveis nas faces inferior e superior da folha como extensas lesões negras (Fig. 3c). É comum ocorrer maior concentração de lesões ao longo da nervura principal. Em muitas plantações, as preocupações são crescentes com essa doença, pois esta tem causado redução significativa na área foliar da bananeira.
| Fotos: Zilton J. M. Cordeiro. |
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| Fig. 3. Mancha de Cordana (a); mancha de Cloridium (b) e mancha de Cladosporium (c). |
2.1 Mal-do-Panamá O mal-do-Panamá é um dos grandes problemas da bananicultura mundial, haja vista as mudanças de cultivares que foram impostas pela ocorrência da doença. No Brasil, o problema é ainda mais grave em função das cultivares plantadas, que na maioria dos casos são suscetíveis. O mal-do-Panamá é causado por Fusarium oxysporum Schlechtend.: Fr. f.sp. cubense (E.F. Smith) W. C. Snyder & Hansen. É um fungo de solo, que apresenta alta capacidade de sobrevivência na ausência do hospedeiro, devido à formação de estruturas de resistência denominadas clamidósporos. Além disto, o patógeno tem sido detectado em associação com plantas invasoras, dentre elas, Paspalum fasciculatum, Panicum purpurascens, Ixophorus unisetus, Commelina diffusa, raízes de Paspalum sp. e Amaranthus sp., de ocorrência comum em bananais. Entre as raças do patógeno, as mais importantes são 1, 2 e 4. Como o F. oxysporum f. sp. cubense é um fungo de solo, qualquer alteração nesse ambiente poderá influenciar positiva ou negativamente no avanço da doença. Alguns autores recomendam que a resistência e a suscetibilidade de bananeiras a esse fungo devem ser definidas tendo como referencial as condições do solo. As principais formas de disseminação da doença são contato dos sistemas radiculares de plantas sadias com esporos liberados por plantas doentes e, em muitas áreas, o uso de material de plantio contaminado. O fungo também é disseminado por água de irrigação, drenagem, inundação, assim como pelo homem, por animais, movimentação de solos por implementos agrícolas e equipamentos. As plantas infectadas por F. oxysporum f.sp. cubense, exibem externamente um amarelecimento progressivo das folhas mais velhas para as mais novas, começando pelos bordos do limbo foliar e evoluindo no sentido da nervura principal. Posteriormente, as folhas murcham, secam e se quebram junto ao pseudocaule. Em conseqüência, ficam pendentes, o que dá à planta a aparência de um guarda-chuva fechado (Fig. 4a). É comum constatar que as folhas centrais das bananeiras permanecem eretas mesmo após a morte das mais velhas. Além disso, pode-se observar ainda em plantas infectadas: estreitamento do limbo das folhas mais novas, engrossamento das nervuras e, eventualmente, necrose do cartucho. Ainda externamente, é possível notar, próximo ao solo, rachaduras do feixe de bainhas, cuja extensão varia com a área afetada no rizoma (Fig. 4b). Internamente, através de corte transversal ou longitudinal do pseudocaule, observa-se uma descoloração pardo-avermelhada provocada pela presença do patógeno nos vasos (Fig. 4c). Em corte transversal, observam-se pontos descoloridos ou uma área periférica das bainhas manchada, com centro sem sintomas. A vista longitudinal mostra as linhas de vasos infectados pardo avermelhados que começam na base e estende-se em direção ao ápice da bainha. Neste corte, verifica-se também o centro do pseudocaule sem sintomas. Em estádios mais avançados, os sintomas de descoloração vascular podem ser observados também na nervura principal das folhas. O corte transversal do rizoma também revela a presença do patógeno pela descoloração pardo-avermelhada exibida, cuja intensidade é maior na área do câmbio vascular, onde o estelo se junta ao córtex (Fig. 4d). - Danos e distúrbios fisiológicos
O mal-do-Panamá, quando ocorre em cultivares altamente suscetíveis como a banana ‘Maçã’, provoca perdas de 100% na produção. Já nas cultivares tipo Prata, que apresentam um grau de suscetibilidade bem menor que a ‘Maçã’, a incidência da doença, geralmente, situa-se num patamar dos 20% de perdas. Por outro lado, o nível de perdas é também influenciado por características de solo, que, em alguns casos comporta-se como supressivo ao patógeno. Provavelmente, seja o caso de alguns vertissolos dos projetos de irrigação de Mandacaru e Torão, no município de Juazeiro, BA, onde a banana Maçã tem suportado vários anos de cultivo sem sucumbir ao patógeno. Como se trata de uma doença letal, tornam-se dispensáveis comentários sobre os distúrbios fisiológicos incitados.
| Fotos: Zilton J. M. Cordeiro. |
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| Fig. 4. Sintomas de mal-do-Panamá: amarelecimento e murcha foliar (a); rachadura no pseudocaule (b); descoloração vascular no pseudocaule (c) e descoloração vascular no rizoma (d). |
A melhor via para o controle do mal-do-Panamá é a utilização de cultivares resistentes, dentre as quais podem ser citadas as cultivares do subgrupo Cavendish e do subgrupo Terra, a ‘Caipira’, ‘Thap Maeo’ e ‘Pacovan Ken’, ‘Preciosa’ e ‘Maravilha’, ‘Vitória’ e ‘Japira’. A cultivar Tropical, que é um tipo ‘Maçã’ é considerada tolerante ao mal-do-Panamá. No Quadro 2 estão relacionadas as principais cultivares de banana e o seu comportamento em relação à doença. Vale ressaltar que as cultivares do subgrupo Cavendish e a Caipira são suscetíveis à raça 4, que, entretanto, ainda não constatada no Brasil. Não obstante à resistência apresentada pelas cultivares citadas, a ocorrência de estresse pode levar ao aparecimento de casos esporádicos da doença, mas isso não tem sido caracterizado, no Brasil, como uma “quebra” de resistência. Como medidas preventivas recomendam-se as seguintes práticas: - evitar plantar em áreas com histórico de incidência do mal-do-Panamá;
- utilizar mudas comprovadamente sadias e livres de nematóides; estes poderão ser os responsáveis pela “quebra” da resistência;
- corrigir o pH do solo, mantendo-o próximo à neutralidade e com níveis ótimos de cálcio e magnésio, que são condições menos favoráveis ao patógeno;
- dar preferência a solos com teores mais elevados de matéria orgânica, isto aumenta a concorrência entre os microorganismos habitantes do solo, dificultando a ação e a sobrevivência de F. oxysporum f.sp cubense;
- manter as populações de nematóides sob controle, eles podem ser responsáveis pela quebra da resistência ou facilitar a penetração do patógeno, através dos ferimentos;
- manter as plantas bem nutridas, guardando sempre uma boa relação entre potássio, cálcio e magnésio, e
- fazer a roçagem do mato em substituição às capinas manuais ou mecânicas, isso além da preservação do solo reduz a disseminação do patógeno, prevenindo conseqüentemente novas infecções.
Nos bananais já estabelecidos nos quais a doença comece a se manifestar, recomenda-se a erradicação das plantas doentes, utilizando herbicida. Isto evita a propagação do inóculo na área de cultivo. Na área erradicada aplicar calcário ou cal hidratada e matéria orgânica. 2.2 Moko ou murcha bacteriana No Brasil, o moko está presente em todos os Estados da região Norte com exceção do Acre. A doença surgiu no Estado de Sergipe em 1987 e, posteriormente, em Alagoas, onde vem sendo mantida sob controle, mediante erradicação dos focos que têm surgido periodicamente. A doença é causada pela bactéria Ralstonia solanacearum Smith (Pseudomonas solanacearum), raça 2. Esta raça apresenta linhagens com características patogênicas e epidemiológicas diferentes, das quais pelo menos cinco são reconhecidas na bananeira, tais como: Linhagens D ou distorção; Linhagem B ou banana; Linhagem SFR, de small, fluidal, round (colônias pequenas, fluidas e redondas); Linhagem H; Linhagem A ou Amazônica e, “S” de Sergipe, diante das características específicas da doença no Estado. A permanência da bactéria em áreas onde a doença tenha sido constatada depende da capacidade de sobrevivência da estirpe no solo e/ou da presença de plantas invasoras hospedeiras da bactéria, grande parte das quais já foi identificada.
A transmissão e disseminação da doença pode ocorrer de diferentes formas, dentre as quais se destaca o uso de ferramentas infectadas nas várias operações que fazem parte do trato dos pomares, bem como a contaminação entre raízes ou do solo para a raiz, principalmente no caso da linhagem B, cujo período de sobrevivência no solo é bem mais longo (12-18 meses) que o da linhagem SFR (até seis meses). Outro veículo importante de transmissão são os insetos visitadores de inflorescências, tais como as abelhas (Trigona spp.), vespas (Polybia spp.), mosca-das-frutas (Drosophyla spp.) e muitos outros gêneros. A transmissão via insetos é mais comum no caso da linhagem SFR do que no da B, uma vez que esta última raramente flui de botões florais infectados. Exsudações provocadas pelo corte de brotações novas, pseudocaule e coração de plantas infectadas podem constituir uma importante fonte de inóculo para a disseminação por intermédio dos insetos. Os sintomas do moko são observados tanto nas plantas jovens como nas adultas e podem confundir-se com aqueles do mal-do-Panamá. As diferenças podem ser percebidas nas brotações, na parte interna do pseudocaule, assim como nos frutos e no engaço das plantas doentes. Nas plantas jovens e em rápido processo de crescimento, uma das três folhas mais novas adquire coloração verde-pálido ou amarela e se quebra próximo à junção do limbo com o pecíolo. Em plantas adultas pode-se observar amarelecimento, murcha e quebra do pecíolo das folhas a alguma distância do pseudocaule, diferentemente do mal-do-Panamá em que as folhas se quebram junto ao pseudocaule. A descoloração vascular do pseudocaule é mais intensa no centro (Figura 5a) e é menos aparente na região periférica, ao contrário do que ocorre na planta atacada pelo mal-do-Panamá, na qual a descoloração vascular está concentrada mais perifericamente.
A presença de frutos amarelos em cachos verdes é um forte indicativo da incidência de moko. O corte transversal ou longitudinal expõe os sintomas de podridão seca, firme, de coloração parda (Fig. 5b). No engaço também se observa a descoloração vascular (Fig. 5c). Sintomas no engaço e em frutos não ocorrem em plantas com mal-do-Panamá, sendo, portanto, importantes na diferenciação das duas doenças. Outros sintomas têm sido observados: murcha da última bráctea do coração, a qual cai sem se enrolar e seca do coração e da ráquis. Nas plantas jovens, uma ou mais folhas, a partir do ápice, se dobram no pecíolo ou na nervura principal, mesmo antes de amarelecerem.
Para um teste rápido, destinado a detectar a presença da bactéria nos tecidos da planta e assim confirmar a ocorrência do moko, utiliza-se um copo transparente com água até dois terços de sua altura, em cuja parede se adere uma fatia delgada da parte afetada (pseudocaule ou engaço), cortada no sentido longitudinal, fazendo-a penetrar ligeiramente na água. Dentro de aproximadamente um minuto ocorrerá a descida do fluxo bacteriano.
| Fotos: Aristóteles P. de Matos. |
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| Fig. 5. Sintomas de descoloração vascular concentrada no centro do pseudocaule (a); podridão dos frutos (b) e descoloração vascular observada no engaço do cacho (c). |
- Danos e distúrbios fisiológicos
O moko ou murcha bacteriana da bananeira constitui-se em permanente ameaça aos cultivos dessa frutífera, principalmente considerando algumas de suas características como disseminação por insetos, morte rápida das plantas afetadas e ausência de cultivares resistentes. Isto deixa sempre os produtores em alerta, devido aos riscos de perda que normalmente acompanham os casos de ocorrência do moko nas plantações de banana, correndo ainda o risco de ter o bananal interditado pela defesa sanitária. As perdas causadas pela doença podem atingir até 100% da produção, mas com vigilância permanente é possível conviver com a doença e mantê-la em baixa percentagem de incidência.
A base principal do controle do moko é a detecção precoce da doença e a rápida erradicação das plantas infectadas. Pode ser necessária a erradicação das plantas adjacentes, as quais, embora aparentemente sadias, podem ter contraído a doença. Recomenda-se, em áreas de ocorrência do moko, que seja mantido um esquema de inspeção semanal do bananal, realizado por pessoas bem treinadas, para a detecção precoce das plantas doentes.
A erradicação é feita mediante a aplicação de herbicida como o glifosato a 50%, injetado no pseudocaule ou introduzido por meio de palitos embebidos nessa suspensão. O produto deve ser aplicado em todas as brotações existentes na touceira (3 a 30 ml por planta/broto, dependendo da altura).
É importante que a área erradicada permaneça limpa durante o período de pousio de 12 meses, no caso da linhagem B, e de seis meses, para a SFR. Findo esse período, pode-se retomar o cultivo de bananeira no local. Em plantações abandonadas devido ao moko, todas as espécies de Musa e Heliconia devem ser destruídas e a área alqueivada por 12 meses.
Outras medidas importantes para o controle do moko são:
- desinfestar as ferramentas usadas nas operações de desbaste, corte de pseudocaule e colheita. Para tanto, procede-se à imersão desse material em solução de formaldeído 1:3 ou água sanitária 1:2, após seu uso em cada planta;
- eliminar o coração assim que as pencas tiverem emergido em cultivares com brácteas caducas. Esta prática visa impedir a transmissão pelos insetos. A remoção deve ser feita quebrando-se a parte da ráquis com a mão;
- Plantar mudas comprovadamente sadias, e
- usar herbicidas ou fazer a roçagem do mato em substituição às capinas manuais ou mecânicas.
2.3 Podridão-mole
A podridão-mole continua sendo um problema de menor importância dentro da bananicultura. A doença tem sido observada em todas as regiões produtoras, mas geralmente está associada a fatores de estresse devido ao excesso de umidade.
A podridão-mole descrita em Honduras foi atribuída à bactéria Erwinia musa, relacionada à espécie E. carotovora. É uma bactéria móvel, gram-negativa, que forma colônias branco-acinzentadas, sem brilho, em meio nutriente-ágar.
As observações indicam que a doença inicia-se no rizoma, progredindo posteriormente para o pseudocaule. Os sintomas caracterizam-se pelo apodrecimento do rizoma, evoluindo da base para o ápice. Ao se cortar o rizoma ou pseudocaule de uma planta afetada, pode ocorrer a liberação de grande quantidade de material líquido fétido, daí o nome podridão aquosa. Na parte aérea, os sintomas podem ser confundidos com aqueles do moko ou mal-do-Panamá. A planta normalmente expressa sintomas de amarelecimento e murcha das folhas, podendo ocorrer quebra da folha no meio do limbo ou junto ao pseudocaule.
- Danos e distúrbios fisiológicos
Apesar da ocorrência relativamente comum da podridão-mole em bananeira, esta não tem atingido caráter de epidemia. As perdas em produção ocorrem, todavia estas não têm sido quantificadas. Geralmente as plantas afetadas entram em colapso devido à ocorrência da murcha seguida de podridão provocada pela bactéria.
As medidas de controle não incluem intervenções com agrotóxicos, mas a utilização de práticas que mantenham as condições menos favoráveis ao desenvolvimento da doença, tais como:
- manejar corretamente a irrigação, de modo a evitar excesso de umidade no solo;
- eliminar plantas doentes ou suspeitas, procedendo-se a vistorias periódicas da área plantada;
- utilizar, em lugares com histórico de ocorrência de doenças, mudas já enraizadas, para prevenir infecções precoces, que tendem a ocorrer via ferimento provocados quando da limpeza das mudas (descorticamento);
- utilizar prática culturais que promovam a melhoria da estrutura e aeração do solo.
| 3. Manchas e podridões em frutos | |
São cada vez maiores as exigências do mercado em relação à qualidade geral dos frutos onde a aparência é fundamental. Isto tem levado o produtor e, por conseqüência os pesquisadores, a se preocuparem com as doenças de frutos, que ocorrem tanto na pré como na pós-colheita e são grandes responsáveis pela sua depreciação.
3.1 Manchas de pré-colheita
Vários são os patógenos causadores de manchas na fase de enchimento dos frutos.
3.1.1 Lesão-de-Johnston
É também conhecida como pinta-de-Pyricularia, sendo causada pelo fungo Pyricularia grisea. Os sintomas constam de lesões escuras, deprimidas, redondas com até 5 mm de diâmetro. Com a evolução, a coloração passa de parda a quase preta, apresentando-se envolta por um halo verde. Freqüentemente, a depressão central da lesão tende a trincar-se longitudinalmente, podendo confundir-se com a mancha losango. As manchas são observadas sobre frutos com mais de 60-70 dias e, quando ocorre em pós-colheita, geralmente são resultantes de infecção latente, recebendo o nome de “pitting disease”.
3.1.2 Mancha-parda
É causada por Cercospora hayi, um saprófita comum, sobre folhas de bananeiras já mortas e sobre folhas de plantas daninhas senescentes ou mortas. Os sintomas são descritos como manchas marrons, ocorrendo sobre a ráquis, coroa e frutos. Variam de pálidas a pardo-escuras e apresentam margem irregular circundada por um halo de tecido encharcado. Também variam em tamanho, geralmente em torno de 5-6 mm de comprimento e não são deprimidas. Nestas, não ocorre rachadura da casca lesionada como em mancha-losango e pinta-de-Pyricularia. Os sintomas só aparecem em frutos com idade igual ou superior a 50 dias. Em contraste com a pinta de P. grisea, não ocorre aumento da freqüência ou tamanho das lesões durante a maturação.
3.1.3 Mancha-losango
Considera-se como invasor primário o fungo Cercospora hayi, seguida por Fusarium solani, F. roseum e possivelmente outros fungos. O primeiro sintoma é o aparecimento sobre a casca do fruto verde de uma mancha amarela imprecisa, medindo 3-5 mm de diâmetro. Como as células infectadas não se desenvolvem e o tecido sadio em torno da lesão cresce, surge uma rachadura circundada por um halo amarelo. Esta aumenta de extensão além do halo e se alarga no centro. O tecido exposto pela rachadura e o halo amarelo tornam-se necróticos, entram em colapso e escurecem. A lesão aparece em forma de losango, preta, deprimida, com 1,0 a 3,5 cm de comprimento por 0,5 a 1,5 cm de largura. As manchas pequenas raramente se estendem além da casca; já no caso daquelas grandes, a polpa fica eventualmente exposta. Os sintomas começam a aparecer quando os frutos estão se aproximando do ponto de colheita, podendo aumentar em seguida.
3.1.4 Pinta-de-deightoniella
É causada pelo fungo Deightoniella torulosa, que é um habitante freqüente de folhas e flores mortas. Os sintomas podem aparecer sobre frutos em todos os estádios de desenvolvimento. Consistem em manchas pequenas, geralmente com menos de 2 mm de diâmetro, de coloração que vai da marrom-avermelhada à preta. Um halo verde-escuro circunda cada mancha. As pintas aumentam quando o fruto se aproxima do ponto de colheita. Os frutos com 10-30 dias de idade são mais facilmente infectados que os de 70 a 100 dias.
3.1.5 Ponta-de-charuto
Os patógenos mais consistentemente isolados das lesões são Verticillium theobramae e Trachysphaera fructigena. Os sintomas se caracterizam por uma necrose preta que começa no perianto e progride até a ponta dos frutos ainda verdes. O tecido necrótico corrugado cobre-se de fungos e faz lembrar a cinza da ponta de um charuto, daí o nome da doença. A podridão se espalha lentamente e raras vezes afeta mais que dois centímetros da ponta do fruto, aparecendo em frutos isolados no cacho.
- Controle das manchas de pré-colheita
O item refere-se a todas as manchas que ocorrem na pré-colheita dos frutos.
As medidas de controle relacionadas a seguir referem-se às manchas de pré-colheita e visam, basicamente, à redução do potencial de inóculo pela eliminação de partes senescentes e do contato entre patógeno e hospedeiro. Estas medidas são:
- eliminar as folhas mortas ou em senescência;
- eliminar periodicamente as brácteas, principalmente durante o período chuvoso;
- proteger os cachos com saco de polietileno perfurado, tão logo ocorra a formação dos frutos, e
- implementar práticas culturais adequadas, orientadas para a manutenção de boas condições de drenagem e de densidade populacional, bem como para o controle de plantas daninhas, a fim de evitar um ambiente muito úmido na plantação.
A aplicação de fungicida em frutos no campo é um recurso extremo e, quando necessário, deve ser aplicado em frutos jovens, uma vez que a infecção está ocorrendo nesta fase e, além disso, o objetivo é evitar o aparecimento de manchas que, uma vez formadas, não mais desaparecem. A preocupação maior deve concentrar-se na proteção de frutos durante os primeiros sessenta dias de idade. Em relação aos fungicidas, é importante lembrar que os mesmos podem ser agentes abióticos de manchamento, como é o caso dos produtos de controle do mal-de-Sigatoka, recomendando-se o teste prévio do produto ou da mistura a ser utilizada, para evitar tais problemas. O Quadro 4 traz os produtos registrados no Brasil, para o controle de manchas em frutos de banana.
3.2 Podridões de Pós-Colheita
3.2.1 Podridão-da-coroa
Os fungos mais freqüentemente associados ao problema são: Fusarium roseum (Link) Sny e Hans., Verticillium theobromae (Torc.) Hughes e Gloeosporium musarum Cooke e Massel (Colletotrichum musae Berk e Curt.). Uma série de outros fungos também tem sido isolado, porém, com menor freqüência. Os sintomas se manifestam pelo escurecimento dos tecidos da coroa, sobre os quais, pode-se desenvolver um micélio branco-acinzentado.
3.2.2 Antracnose
Considerada o problema mais grave na pós-colheita desta fruta, é causada pelo fungo Colletotrichum musae, que pode infectar frutos com ou sem ferimentos. Embora se manifeste na fase de maturação, pode ter início no campo, ocasião em que os esporos do agente causal, dispersos no ar, atingem e infectam os frutos. Não há, entretanto, desenvolvimento de sintomas em frutos verdes. Essa infecção permanece quiescente até o início da maturação. Identificam-se duas formas distintas da doença: a antracnose de frutos maduros, originária de infecção latente e a antracnose não latente, produzida pela invasão do patógeno, principalmente por intermédio dos ferimentos ocorridos sobre frutos verdes em trânsito. Os frutos atacados pela doença amadurecem mais rápido do que os sadios, representando grande risco para toda a carga. Os sintomas se caracterizam pela formação de lesões escuras deprimidas. Estas, sob condições de alta umidade, cobrem-se de frutificações rosadas, que são os acérvulos de C. musae. As lesões aumentam de tamanho com a maturação do fruto e podem coalescer, formando grandes áreas necróticas deprimidas. Geralmente a polpa não é afetada, exceto quando os frutos são expostos a altas temperatura ou quando se encontram em adiantado estágio de maturação.
- Danos e distúrbios fisiológicos causados pelas doenças de fruto
Não há estimativas de perdas causadas por patógenos manchadores de frutos. Todavia, a incidência desses defeitos representa perdas para o produtor que terá seu produto rejeitado pelo mercado. Além dos aspectos de rejeição, as manchas de fruto tanto em pré como em pós-colheita representam perdas também para o comerciante e para o consumidor final, devido à redução da vida de prateleira dos frutos afetados. Há uma aceleração do processo de maturação e a conseqüente redução da vida pós-colheita.
| Quadro 4. Fungicidas registrados para uso no controle de patógenos que ocorrem em frutos na pré e/ou em pós-colheita de banana. |
Nome técnico | Produto
Comercial | Indicação | Dose (prod. com.) | Grupo químico |
thiabendazole | Tecto 600 | Deigthoniella/Fusarium/
Thielaviopsis/Verticillium/
Gloeosporium |
| benzimidazol |
thiabendazole | Tecto SC* | Fusarium roseum/F.oxysporum/ F. moniliforme/ Thielaviopsis paradoxa/Gloeosporium musarum | 41-92 ml/100 L de água | benzimidazol |
mancozeb | Persist SC | Thielaviopsis paradoxa | 4,5 L/ha | ditiocarbamato |
mancozeb | Frumizeb | Colletotrichum musae | 90 g/100 L de água | ditiocarbamato |
oxicloreto de cobre | Cuprozeb | Thielaviopsis paradoxa | 250 g/100 L de água | cúprico |
imazalil | Magnate 500 CE* | Colletotrichum gloeosporioides | 200ml/1000 L de água | imidazól |
* Únicos produtos com registro no Ministério da Agricultura, Pecuária e do Abastecimento para tratamento de frutos na pós-colheita de banana. SC – Suspensão concentra; CE – Concentrado emulsionável.
Fonte: http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons.
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- Controle das podridões pós-colheita
O controle deve começar no campo, com boas práticas culturais, conforme recomendadas para o controle de patógenos de frutos na pré-colheita. Na fase de colheita e pós-colheita todos os cuidados devem ser dispensados no sentido de evitar ferimentos nos frutos, que são a principal via de penetração dos patógenos.
As práticas em pós-colheita de despencamento, lavagem e embalagem devem ser executadas com manuseio extremamente cuidadoso dos frutos e medidas rigorosas de assepsia. A par desses cuidados, o último passo é o controle químico que pode ser feito por imersão ou por atomização dos frutos com suspensão fungicida. O Quadro 4 mostra os produtos thiabendazol e imazalil e a respectiva dosagem para o controle de patógenos em pós-colheita.
A cultura da bananeira é afetada principalmente pelas seguintes viroses: o topo em leque, mosaico das brácteas, mosaico da bananeira e estrias da bananeira. Todavia, no Brasil ocorrem somente os vírus do mosaico e o das estrias da bananeira.
4.1 Mosaico da bananeira
É causado pelo vírus do mosaico do pepino (Cucumber mosaic virus, CMV), que produz sintomas de mosaico (áreas verde-escuro, verde-claras e amareladas) nas folhas das plantas infectadas (Fig. 6a). Quedas de temperatura favorecem o surgimento de necroses na folha vela.
O CMV é transmitido de uma bananeira para outra pelos pulgões (afídeos), principalmente Aphis gossypii,sendo que a principal fonte de vírus não é a bananeira, mas outras plantas hospedeiras, como a trapoeraba e as cucurbitáceas. O vírus é disseminado a longas distâncias por mudas infectadas.
Para o seu controle recomenda-se a utilização de mudas livres de vírus, não instalar novos plantios de bananeira próximos a hortaliças, eliminar as plantas daninhas do campo e suas proximidades, antes de realizar um novo plantio e eliminar periodicamente as bananeiras infectadas.
4.2 Estrias da bananeira
É causado pelo vírus das estrias da bananeira (Banana streak virus, BSV). As folhas das plantas infectadas apresentam riscas cloróticas que com o passar do tempo tornam-se necróticas (Fig. 6b).
O BSV é transmitido pela cochonilha dos citros (Plannococus citri), mas esta não é uma forma importante para a disseminação do vírus no campo, que ocorre principalmente através de mudas infectadas.
O controle do BSV é realizado pela utilização de mudas livres de vírus. Nos casos de plantas já afetadas recomenda-se a sua erradicação.
| Fotos: Zilton J. M. Cordeiro. |
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| Fig. 6. Sintomas de viroses: mosaico do pepino (a) e estrias da bananeira (b). |
Várias espécies de fitonematóides são associadas à cultura da bananeira e, nesta frutífera, estes patógenos causam danos às raízes bastante evidentes. No Brasil, diversas espécies têm sido identificadas em associação às raízes e ao solo aderido às raízes de bananeiras, entretanto, apenas Radopholus similis é tida como de maior importância econômica, embora outras como Meloidogyne javanica e Meloidogyne incognita, Helicotylenchus multicinctus, Pratylenchus coffeae e Rotylenchulus reniformis também ocorram causando danos expressivos na cultura.
Radopholus similis, espécie popularmente conhecida como “nematóide cavernícola”, se caracteriza por endoparasitismo migratório cuja movimentação dos juvenis de segundo, terceiro e quarto estádios e das fêmeas leva à formação de galerias no interior das raízes e dos rizomas de bananeiras. Inclusive, os mais sérios problemas nas cultivares do subgrupo Cavendish (‘Nanica’, ‘Nanicão’, ‘Grande Naine’, ‘Williams’) são aqueles causados nas raízes e nos rizomas, pela invasão de nematóides seguidos por certos fungos e bactérias que se desenvolvem nas galerias formadas pelos nematóides (Fig. 7a). Quando ocorre alta infestação, R. similis provocarachaduras ao longo das raízes, facilitando a penetração dos patógenos secundários (fungos e bactérias), assim como do agente causal do mal-do-Panamá, Fusarium oxysporum f. sp. cubense. Este nematóide se destaca pelos danos causados e pela ampla distribuição nas principais regiões produtoras de banana do mundo.
Em conseqüência do ataque de R. similis, as raízes tornam-se necrosadas, reduzindo a sua capacidade de absorção e de sustentação. Por causa disso, são freqüentes os casos de tombamento de plantas pela ação do vento ou pelo peso do próprio cacho. As perdas provocadas por esse nematóide podem chegar a 100% entre as bananeiras do subgrupo Cavendish, principalmente quando os pomares encontram-se instalados em regiões de solos arenosos e temperaturas mais elevadas, condições características das regiões norte de Minas Gerais e de Petrolina, no Estado de Pernambuco. Neste município, vários bananais da cultivar Pacovan, considerada resistente ao nematóide cavernícola, devido aos altos índices de infestação e baixa produtividade, já precisaram de aplicações de nematicidas de alto custo para garantir cachos com frutos de boa qualidade.
A disseminação do nematóide cavernícola ocorre principalmente por meio de material propagativo. Outras formas de disseminação são os implementos agrícolas com partículas de solo contaminado, o trânsito de trabalhadores e animais entre áreas contaminadas e aquelas ainda isentas da ocorrência do nematóide, o escoamento de águas de chuva e de irrigação em áreas de declive. Além disso, plantas de diversas famílias botânicas podem servir de hospedeiras alternativas para o nematóide dentro de bananais contaminados.
Dentre os nematóides formadores de galhas, principalmente, Meloidogyne incognita e M. javanica são as espécies de ocorrência mais ampla. O sintoma característico do ataque desses nematóides é o engrossamento, denominado de galhas, localizado nas radicelas e nas raízes (Fig. 7b). Quando a infestação é severa, o sistema radicular apodrece facilmente e as plantas não absorvem água e nutrientes do solo de forma adequada, reduzindo o seu tempo de vida, crescem menos, mostrando-se amareladas, com menor produção e frutos pequenos. A disseminação ocorre da mesma maneira que R. similis.
| Foto: Dilson Costa. | Foto: Cecília Ritzinger. | Foto: Dilson Costa. |
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a | b | c |
| Fig. 7 Sintomas causados por Radopholus similis (a); Meloidogyne sp (b) e Helicotylenchus multicinctus (c). |
Helicotylenchus multicinctus e Pratylenchus coffeae são outros nematóides que podem ser encontrados em associação com bananeiras. O primeiro tem sido a espécie mais freqüentemente associada à bananeira em levantamentos realizados nas principais regiões produtoras do Brasil. Os sintomas do ataque por H. multicinctus consistem em pequenas lesões acastanhadas sob a forma de minipontuações superficiais localizadas, principalmente, nas raízes mais grossas. Quando o ataque é muito severo, as lesões podem coalescer, dando às raízes um aspecto necrosado semelhante ao produzido pelo parasitismo por R. similis (Fig. 7c). As lesões por H. multicinctus também podem facilitar a infecção por fungos como Fusarium, Rhizoctonia e Cylindrocarpon. O parasitismo por P. coffeae é semelhante ao de R. similis, embora cause lesões menores e de evolução mais lenta; além de apresentar restrita distribuição dentre as áreas de cultivo. A disseminação desses nematóides é feita de maneira semelhante à de R. Similis.
Ações de controle: Algumas medidas podem ser recomendadas para o controle de fitonematóides associados à cultura da bananeira, entretanto, evitar a entrada desses patógenos na área de cultivo consiste na primeira e mais importante medida de controle a ser adotada. O ideal seria utilizar mudas adquiridas de bananais sadios ou micropropagadas. Em qualquer caso, as mudas devem ser plantadas em solos não contaminados. Por outro lado, quando estes patógenos se encontram estabelecidos nos cultivos, outras medidas de controle tornam-se indispensáveis. Algumas práticas recomendadas para o controle dos fitonematóides da bananeira são:
a. Tratamento das mudas
As mudas, quando adquiridas de touceiras infestadas, poderão sofrer tratamentos preventivos com objetivo de eliminar os nematóides:
- Descorticamento: esta prática visa à eliminação ou redução do inóculo contido na muda, mediante a supressão das raízes e dos tecidos afetados nos rizomas, com a ajuda de faca ou facão. As mudas descorticadas devem ser acondicionadas de forma a evitar a sua reinfestação.
- Quimioterapia: às vezes esta técnica é executada em combinação com a anterior. Consiste na imersão das mudas em recipientes contendo produtos de ação nematicida. Para o tratamento das mudas, recomenda-se a sua imersão durante 20 minutos em calda preparada com meio litro de furadan 350 SC dissolvido em 100 litros de água.
Deve-se, ainda, dar preferência à utilização de mudas sadias e que dispensem estes tratamentos paliativos, que nem sempre são totalmente eficientes.
b. Cultivar resistente
Embora seja uma alternativa de grande interesse para o manejo de diferentes doenças em diversas espécies cultivadas, no caso da bananeira, as cultivares do subgrupo Cavendish não apresentam resistência aos principais nematóides da cultura. As cultivares Prata, Pacovan, Prata Anã, Maçã e Mysore são consideradas moderadamente resistentes a ao nematóide cavernícola. Entretanto, sob condições de solos arenosos e altas temperaturas, essas cultivares podem ser severamente atacadas, provocando inclusive tombamento, um dano característico de bananais do subgrupo Cavendish.
c. Alqueive
Consiste em manter o terreno limpo por um período mínimo de seis meses por meio da destruição do bananal e de toda a vegetação da área, mecanicamente ou por herbicidas, visando reduzir a população de nematóides a um nível que não cause dano econômico à cultura. É uma prática recomendável por ocasião de renovação dos bananais.
d. Inundação
Esta prática, quando possível de ser adotada por haver condições topográficas e disponibilidade de água adequadas, é eficiente no controle de fitonematóides por criar condições de deficiência de oxigênio livre no solo e por produzir substâncias tóxicas aos nematóides decorrentes das transformações químicas feitas por microrganismos anaeróbicos, como fungos e bactérias. A área deverá ser inundada por um período mínimo de 6 a 7 semanas
e. Rotação de culturas
Consiste na redução da população por meio do cultivo de plantas não hospedeiras da espécie de nematóide que se quer combater. No caso de Meloidogyne spp., essa prática é de difícil implantação, esses nematóides possuem uma ampla gama de plantas hospedeiras. Mesmo assim, é possível alcançar êxito com esta prática em alguns casos com o plantio de amendoim, milho, dentre outras. O cravo-de-defunto e a braquiária, além de eficientes no controle de Meloidogyne spp., reduzem também as populações R. similis, Pratylenchus sp. e Helicotylenchus multicinctus, em períodos de seis a nove meses de cultivo no campo. A mucuna-preta, embora eficiente para o controle da maioria dos fitonematóides, comporta-se como boa hospedeira de H. multicinctus.
f. Adubação orgânica
Consiste na fertilização do solo com o uso de materiais orgânicos que favorecerão um aumento da população dos inimigos naturais dos fitonematóides, como fungos, bactérias, nematóides predadores e protozoários que causam um decréscimo na população de nematóides. Ocorre também a produção e liberação de substâncias com efeito nematicida, como o ácido butírico ou ácidos graxos voláteis.
g. Tratamento químico
É o método utilizado com maior freqüência no controle de nematóides na cultura da bananeira. A eficiência dos nematicidas está condicionada ao tipo de solo em que são aplicados, à dosagem e aos métodos de aplicação, bem como à época e à freqüência da aplicação. Na utilização de nematicidas, conforme recomendados no Quadro 5, devem-se levar em conta não só o incremento econômico, mas também aspectos de natureza ecológica e de saúde pública, como, por exemplo, a acumulação de resíduos tóxicos nos frutos além dos níveis toleráveis.
h. Uso de escoras e amarração das plantas
Esta prática não tem efeito direto sobre a população de nematóides, mas ameniza as perdas conseqüentes do tombamento das plantas. Atacado pelos nematóides, o sistema radicular fica comprometido, propiciando o tombamento de bananeiras quando elas são atingidas por ventos ou chuvas fortes. Além disso, estando a planta com as raízes debilitadas, o próprio peso do cacho favorece o seu tombamento.
Quadro 5. Produtos químicos registrados para o controle de nematóides na cultura da bananeira. |
Nome comercial |
Compo-sição |
% |
Grupo químico | Praga | Dose do Produto Comercial (P.C.) | Intervalo
(dias) |
Nome Científico | Nome(s) Vulgar(es) | Intervalo da dose | Unidade | Aplica-ção | Segu-
rança |
| Cierto 100 GR | fostia- zato | 10 | organofos- forado |
Radopholus similis |
nematóide
cavernícola |
| 20 | g/planta |
| 60 |
| Counter 150 G | terbufós | 15 | organofos- forado |
| 20 | g/cova | 120 | 3 |
| 60 | g/cova | 120 | 3 |
| Counter 50 G | terbufós | 5 | organofos- forado |
| 40 | g/cova |
| 30 |
| 40 | g/cova |
| 30 |
| Furacarb 100 GR | carbofu- rano | 10 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
| 80 | g/cova |
| 30 |
| Furadan 100 G | carbofu- rano | 10 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
20 | 30 | g/cova |
| 30 |
| 80 | g/cova |
| 90 |
| Furadan 50 G | carbofu- rano | 5 | metilcar- amato de benzofu- ranila |
| Nemacur | fenamifós | 10 | organofos- forado |
| Ralzer 50 GR | carbofu- rano | 5 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
| Furacarb 100 GR | carbofu- rano | 10 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
Meloidogyne javanica |
meloidogi-
nose;
nematóide-
das-galhas |
| 40 | g/cova |
| 30 |
| 40 | g/cova |
| 30 |
| Furadan 100 G | carbofu- rano | 10 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
| Furacarb 100 GR | carbofu- rano | 10 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
Helicotylenchus multicinctus |
nematóide
espiralado |
| 40 | g/cova |
| 30 |
| 40 | g/cova |
| 30 |
| Furadan 100 G | carbofu- rano | 10 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
| 80 | g/cova | 90 | 30 |
| Diafuran 50 | carbofu- rano | 5 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
| Furadan 50 G | carbofu- rano | 5 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
Helicotylenchus dihystera |
nematóide
espiralado |
| 80 | g/cova |
| 30 |
| 80 | g/cova |
| 30 |
| Diafuran 50 | carbofu- rano | 5 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
| 80 | g/cova |
| 90 |
| Ralzer 50 GR | carbofu- rano | 5 | metilcar- bamato de benzofu- ranila |
|
ANEXO 1Ficha de campo para monitoramento da Sigatoka-amarela da bananeira pelo sistema de pré-aviso biológicoMunicípio: --------------------------------------------------------------------
Propriedade/gleba: ------------------------------------------------------------
Data: ------/------/--------
P
A
| E
F
A
| E
F
P
|
Grau de doença/folha | F
M
J
P
|
Estádio da lesão |
Escores/folha/lesão |
| | | 2 | 3 | 4 | | | 2 | 3 | 4 |
1 | | | | | | | -1 | 60 | 40 | 20 |
2 | | | | | | | 1 | 80 | 60 | 40 |
3 | | | | | | | -2 | 100 | 80 | 60 |
4 | | | | | | | 2 | 120 | 100 | 80 |
5 | | | | | | | -3 | 140 | 120 | 100 |
6 | | | | | | | 3 | 160 | 140 | 120 |
7 | | | | | | | -4 | 180 | 160 | 140 |
8 | | | | | | | 4 | 200 | 180 | 160 |
9 | | | | | | | -5 | 220 | 200 | 180 |
10 | | | | | | | 5 | 240 | 220 | 200 |
Fonte: Embrapa Mandioca e Fruticultura Tropical. |
Legenda:
PA: Planta Avaliada
EFA: Emissão Foliar Anterior
EFP: Emissão Foliar Presente
FMJN: Folha mais jovem necrosada
Avaliador: ____________________________________________
RESULTADO: SOMA BRUTA TOTAL: ______________________________ ESTADO DE EVOLUÇÃO: ________________________
ESTÁDIOS DE DESENVOLVIMENTO DA SIGATOKA-AMARELA DA BANANEIRA, PARA AVALIAÇÃO DAS FOLHAS 2, 3 E 4 DAS PLANTAS MARCADAS.
| Fotos: Zilton J. M. Cordeiro. |
 |
DESCRIÇÃO DOS ESTÁDIOS DE DESENVOLVIMENTO
DA SIGATOKA-AMARELA
| Estádio | Descrição do sintoma |
| 1 | É a fase inicial de ponto ou risca de, no máximo, 1mm de comprimento, com leve descoloração |
| 2 | É uma risca já apresentando vários milímetros de comprimento, com processo de descoloração mais intenso |
| 3 | A risca começa a enlarguecer levemente, aumenta de tamanho e começa a evidenciar cor vermelho-amarronzada, geralmente próximo do centro |
| 4 | Mancha nova, apresentando forma oval, alongada e coloração levemente parda, de contornos mal definidos |
| 5 | Caracteriza-se pela paralisação do crescimento do micélio, aparecimento de um halo amarelo em volta da mancha e o início de esporulação do patógeno |
| 6 | É a fase final da mancha. Ela é oval, alongada, com 12 a 15 mm de comprimento por 2 a 5 mm de largura. O centro é totalmente deprimido, de tecido seco e coloração cinza. |
| Fonte: Embrapa Mandioca e Fruticultura Tropical. |
ESTÁDIOS DE DESENVOLVIMENTO DA FOLHA VELA, PROPOSTOS POR BRUN (1963), PARA DETERMINAÇÃO DO RITMO DE EMISSÃO FOLIAR DO BANANAL
 |
| Fonte: Embrapa Mandioca e Fruticultura Tropical. |
Descrição dos estádios de desenvolvimento da folha vela da bananeira:
0 - A folha vela ou charuto tem cerca de 10 cm de comprimento e continua totalmente presa à folha um da planta;
2 - O charuto está maior, mas ainda não atingiu todo o seu comprimento, está totalmente fechado, mas já se desprendeu da folha um (01);
4 - O charuto está completamente livre, atingiu todo o seu comprimento e já começa a se abrir, ocorrendo aumento do diâmetro;
6 - O lado esquerdo da extremidade superior da folha já começa a se desprender do charuto iniciando a liberação de parte do limbo foliar;
8 - A folha está fechada apenas na base com cerca de 80% da abertura realizada. |
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